Dépuration des mollusques bivalves
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- Introduction
- Définitions
- Validation du processus de dépuration
- Transport
- Entreposage avant la dépuration
- Entreposage après la dépuration
- Eau de dépuration et activités des installations
- Laboratoires
- Annexe I
- Annexe II
- Annexe III
Introduction
Ce document fournit des renseignements pour les exploitants agréés qui effectuent une dépuration dans le cadre d'un plan de décontamination en vertu du Règlement sur la gestion de la pêche du poisson contaminé. Plus particulièrement, il décrit les mesures de contrôle préventives associées au processus de dépuration et il vise à guider et à soutenir l'élaboration et la mise en œuvre d'un plan de contrôle préventif (PCP).
Ce document couvre les paramètres de dépuration historiquement acceptés et prouvés ainsi que d'autres exemples de mesures de contrôle. Les renseignements suivants ne représentent pas une liste exhaustive de mesures. Le choix des mesures de contrôle doit être défini selon les besoins propres de l'entreprise et se révéler efficace pour votre situation.
Définitions
Consulter le Manuel du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) pour connaître les définitions.
Validation du processus de dépuration
- Au moment de valider le processus de dépuration, il faut tenir compte des critères suivants :
- valider le processus à l'aide d'au moins 20 lots de mollusques;
- utiliser un temps de dépuration minimal de 44 heures;
- les résultats à l'heure zéro de chaque lot utilisé aux fins de validation auront une moyenne géométrique supérieure ou égale à 230 coliformes fécaux/100 grammes, aucun échantillon n'en contenant moins < 100 coliformes fécaux/100 grammes;
- le nombre et le point de prélèvement des échantillons dans le bassin devant être pris au début, à mi-chemin et au point final du processus de dépuration sont valides sur le plan statistique. Le prélèvement de ces échantillons vise à établir que tous les emplacements dans le bassin contribuent efficacement à la dépuration;
- les échantillons peuvent être prélevés dans un certain nombre de bassins si les bassins possèdent les mêmes caractéristiques, comme le débit d'eau et les dimensions du réservoir;
- utiliser 2 300 coliformes fécaux/100 g comme limite maximale à l'heure zéro d'un cycle de dépuration de 44 heures, à moins que le système soit validé pour dépurer les mollusques avec des niveaux plus élevés de coliformes fécaux au cours du processus de validation;
- en cas d'ajout de réservoirs et de systèmes aux installations existantes qui ont déjà un processus de dépuration validé, il faut considérer la possibilité de revalider (sauf s'il est possible de démontrer que tout l'équipement et que tous les paramètres sont identiques au système existant).
- Le système de dépuration opérant selon les paramètres définis sera jugé satisfaisant lorsque la numération de coliformes fécaux dans les échantillons de mollusques provenant de 20 lots successifs respecte les objectifs figurant au tableau 1A.
- Au cours de la période de validation, les mollusques ne sont mis sur le marché qu'à la réception de résultats bactériologiques acceptables à l'heure finale comme indiqué dans le tableau 1B.
| Espèce de mollusques | Moyenne géométrique | 10 % supérieurs Note de tableau 1 |
|---|---|---|
| Mye (Mya arenaria) |
50 | 130 |
| Palourdes (Mercenaria mercenaria, Protothaca staminea, Venerupis philippinarum, Nuttallia obscurata) | 20 | 70 |
| Moule bleue (Mytilus edulis) |
20 | 70 |
| Huître (Crassostrea virginica, Crassostrea gigas) | 20 | 70 |
Note de tableau
- Note de tableau 1
-
10 % supérieurs : Pas plus de 10 % des échantillons utilisés dans l'évaluation ne peuvent dépasser la valeur établie pour les 10 % supérieurs de chaque espèce.
Transport
- Le transport dans le même véhicule de mollusques récoltés dans les secteurs coquilliers agréés et les mollusques récoltés des secteurs restreints est permis si des mesures de contrôle préventif adéquates sont en place pour l'identification et la séparation des mollusques au cours du transport.
Entreposage avant la dépuration
Entreposage avant la dépuration dans l'environnement marin
- Avant la dépuration, les mollusques peuvent être gardés au site de récolte pendant un cycle de marée, pendant la récolte. Avant la dépuration, les mollusques peuvent également être gardés dans des zones intertidales ou infratidales proches du littoral. Éviter l'entreposage avant la dépuration au cours de la validation afin d'éviter de modifier les résultats microbiologiques à l'heure zéro provenant des secteurs coquilliers habituels.
- La zone d'entreposage avant dépuration est située sur un site qui est classé comme étant restreint ou restreint sous condition, et qui respecte les critères de qualité de l'eau pour la dépuration comme décrits à la section 4 du Manuel du PCCSM.
- ll faut maintenir le contrôle et la surveillance des installations d'entreposage, y compris restreindre l'accès. En cas d'entreposage à l'extérieur du site, un plan de sécurité adéquat est mis en place afin d'éviter que des produits non dépurés entrent dans la chaîne alimentaire.
- La zone d'entreposage avant dépuration et les mesures de contrôle sont documentées dans le plant de contrôle préventif.
Pre-depuration dry storage
- L'entreposage à sec avant la dépuration n'est entrepris qu'à l'établissement de dépuration agréé.
- Le délai entre la récolte et le début de la dépuration est réduit au minimum. Il ne devrait pas dépasser trois jours à compter de la date et de l'heure de la récolte jusqu'à la date et l'heure du début du procédé de dépuration.
- Afin d'éviter le choc thermique, la température d'entreposage des mollusques avant la dépuration ne doit pas :
- être supérieure à la température de l'eau de traitement telle que documentée dans un PCP;
- être plus de 3 °C en dessous de la température documentée.
Entreposage après la dépuration
Entreposage dans les bassins des mollusques après la dépuration
- Les mollusques conservés dans des bassins d'entreposage humide après la dépuration et avant l'expédition, l'eau respecte les exigences de qualité d'eau pour la dépuration.
Entreposage à sec après la dépuration
- Après la dépuration, les mollusques sont réfrigérés à une température de 4 °C ou moins.
Eau de dépuration et activités des installations
Toute déviation de ces lignes directrices est possible si les études de validation du processus de dépuration indiquent que le processus de dépuration donne constamment des produits acceptables sur le plan bactériologique.
Eau de dépuration
- Évaluer les sources d'eau pour s'assurer que leur utilisation est sécuritaire et adéquate.
- Vérifier quotidiennement que l'eau utilisée pour la dépuration a < 2 coliformes totaux par 100 ml.
- S'assurer que l'eau utilisée respecte les objectifs minimaux suivants avant la dépuration :
- une médiane ou une moyenne géométrique du NPP des coliformes fécaux dans l'eau ne dépassant pas 88/100 ml , et 10 % au plus des échantillons présentant un NPP de coliformes fécaux supérieurs à 260/100 ml;
- la salinité correspond à ± 20 % du régime de salinité médiane du secteur de récolte des mollusques, à moins qu'une plage de salinité différente soit établie à la suite de l'évaluation du procédé de dépuration prévu;
- la température se prête à l'activité métabolique normale des mollusques, les limites devant être déterminées par la validation du processus de dépuration;
- aucun produit chimique indésirable ou autre substance susceptible d'avoir des effets nocifs sur les taux de filtration des mollusques ou la salubrité des mollusques.
-
L'eau utilisée est traitée au besoin pour rendre son utilisation sécuritaire. La méthode de traitement de l'eau de mer la plus couramment utilisée au Canada fait appel à la lumière ultraviolette (UV). Les autres méthodes comprennent la chlorination/déchlorination ou l'ozonation/déozonation.
Pour les systèmes à UV :
- il faut surveiller l'intensité des lumières et remplacer celles-ci selon les recommandations du fabricant;
- il faut utiliser des filtres pour réduire le niveau de turbidité si l'eau dépasse les spécifications du fabricant avant le traitement UV. En l'absence de recommandations du fabricant, la turbidité de doit pas dépasser 20 unités de turbidité néphélométrique;
- la turbidité est surveillée;
- le débit d'eau ne doit pas dépasser les exigences du fabricant pour que le traitement soit efficace;
- à l'entrée ou à la sortie du système de stérilisation par ultraviolet, est nécessaire d'installer un interrupteur automatique, ou un autre système qui permet d'assurer que de l'eau non traitée ne pénètre pas dans les bassins en cas de panne du système de stérilisation par UV, ou de panne de courant;
- des filtres biologiques employés dans les systèmes de recirculation d'eau sont entretenus selon les recommandations du fabricant.
- D'autres critères à considérer pour l'utilisation de l'eau au cours d'un processus de dépuration :
- dans le cas de systèmes fermés ou à recirculation d'eau, la teneur en ammoniac dans l'eau de traitement doit être inférieure à 0,9 ppm;
- le contenu en oxygène est d'au moins de 5 ppm ou de 50 % de saturation;
- cesser d'utiliser une source d'eau provenant d'un secteur touché par une fermeture causée par la présente de biotoxines ou filtrer la source d'eau afin d'éliminer tout phytoplancton toxique dans un système validé.
Équipement de l'installation de dépuration
- Les bassins sont :
- autodrainants pour faciliter le nettoyage;
- en mesure de maintenir un débit d'eau minimal de 107 litres par minute par mètre cube de mollusques. (= 1 gallon américain/minute/boisseau américain);
- construits de façon à permettre une circulation uniforme de l'eau dans tout le bassin de manière à assurer un bon apport d'eau propre à tous les mollusques;
- construits de façon à pouvoir contenir un volume d'eau et de mollusques dans un rapport minimal de :
- 4:1 (ce qui équivaut à 142 litres d'eau pour 35,24 litres de mollusques, soit cinq pieds cubes d'eau par boisseau américain) pour la mye,
- l'eau et les mollusques dans un rapport volumétrique minimal de 6:1 (ce qui équivaut à 227 litres d'eau pour 35,24 litres de mollusques, soit 8 pieds cubes d'eau par boisseau américain pour les palourdes (palourde japonaise, palourde du Pacifique, quahaugs, palourde lustrée et huîtres)),
- les limites pour les autres espèces seront déterminées au cours de la validation;
- construits de façon à laisser un volume suffisant afin de permettre au moins 7,6 cm d'espace libre d'eau tout autour de chaque contenant.
- Les contenants de traitement doivent avoir une dimension et une forme appropriée permettant :
- un lavage à mi-cycle des mollusques;
- une circulation d'eau convenable autour de tous les mollusques;
- une épaisseur maximale de 10 cm pour les palourdes japonaises et les palourdes du Pacifique, les huîtres de l'Atlantique et les palourdes américaines;
- une épaisseur maximale de 20 cm pour les mey;
- une épaisseur maximale de 30 cm pour les huîtres du Pacifique.
Les critères de chargement pour d'autres espèces sont déterminés par validation.
Séparation des mollusques
- Dans une installation de dépuration, la manutention et l'entreposage humide des mollusques bivalves provenant de secteurs agréés ou agréés sous condition ouverts surviennent s'il y a une séparation des mollusques destinés à la dépuration par le temps de récolte et par le secteur coquillier.
- La procédure visant à séparer les mollusques, y compris le lavage et la manipulation des mollusques, est documentée et mise en œuvre efficacement de manière à maintenir la séparation des mollusques.
Manipulation
- Il faut procéder à un lavage et à un tri des mollusques pour enlever les mollusques morts ainsi que ceux dont la coquille est brisée ou fêlée avant la dépuration.
- Pendant la dépuration, un bassin contient seulement un lot de mollusques.
Cycle de dépuration à mi dépuration
- Les bassins et les contenants de mollusques sont en profondeur à la moitié du cycle de dépuration en veillant à ne pas contaminer les mollusques.
Surveillance et vérification de la routine après la validation
- Dans le cadre de la mise en œuvre du PCP, il faut effectuer une surveillance et une vérification continues de la dépuration, qui comprennent ce qui suit :
- Les échantillons de mollusques prélevés dans chaque lot au début et à la fin de la dépuration sont analysés.
- Le nombre minimal d'échantillons prélevés de chacun des lots à l'heure zéro et à la fin de la dépuration est établi d'après :
- les antécédents de performance du procédé de dépuration,
- la taille du lot dépuré,
- les variations historiques spatiales ou saisonnières de la contamination ou de la ou des zones de récolte,
- les niveaux de contamination initiaux.
- S'il faut constamment dépurer les mollusques, il faut analyser cinq échantillons à la dernière heure lorsque :
- une numération initiale de coliformes fécaux supérieure ou égale à 1 000/100 g;
- l'on reçoit des mollusques provenant de différents secteurs coquilliers;
- l'on reçoit un produit d'un secteur qui connaît des fluctuations en matière de contamination au fil du temps.
- Les cinq échantillons de la dernière heure sont analysés si un processus de dépuration modifié de 72 heures est utilisé.
- Une installation de dépuration peut réduire le nombre d'échantillons à prélever à l'heure zéro ou à la dernière heure à un échantillon si :
- le rendement de dépuration est élevé et les secteurs de récolte obtiennent régulièrement des résultats faibles à l'heure zéro;
- elle traite des lots relativement petits.
- S'il y a des niveaux initiaux plus élevés de coliformes fécaux, il y a des écarts dans les résultats finaux ou le produit entrant provient d'une nouvelle zone, il faut prélever cinq échantillons à l'heure zéro.
- Les lots respectent les objectifs de l'heure finale tels qu'énoncés dans le tableau 1B.
| Nombre d'échantillons | Espèce de mollusques | Moyenne géométrique à ne pas dépasser | Un échantillon peut dépasser | Aucun échantillon ne peut dépasser |
|---|---|---|---|---|
| 1 | Mye | Aucune valeur | Aucune valeur | 170 |
| 1 | Huîtres, palourde, moule | Aucune valeur | Aucune valeur | 100 |
| 2 | Mye | 125 | Aucune valeur | 170 |
| 2 | Huîtres, palourde, moule | 75 | Aucune valeur | 100 |
| 3 | Mye | 110 | Aucune valeur | 170 |
| 3 | Huîtres, palourde, moule | 45 | Aucune valeur | 100 |
| 5 | Mye | 50 | 100 | 170 |
| 5 | Huîtres, palourde, moule | 20 | 45 | 100 |
| 10 | Mye | 50 | 130 | 170 |
| 10 | Huîtres, palourde, moule | 20 | 70 | 100 |
Écarts
- Un lot dont la numération de coliformes fécaux à la dernière heure est supérieure à 170/100 g chez les mey ou à 100/100 g chez tous les autres mollusques est considéré comme étant un lot non conforme. Si deux lots de mollusques traités consécutifs affichent une numération de coliformes fécaux supérieure à 130/100 g chez les mey ou de 70/100 g chez tous les autres mollusques, cela indiquer qu'il s'agit d'un procédé de dépuration non conforme. Dans les deux cas, il faut placer toutes les données pertinentes dans un dossier de non conformitées.
- Pour les lots qui ne satisfont pas aux limites de la dernière heure du tableau 1B, les options suivantes sont disponibles :
- dépuration des mollusques selon un processus de dépuration modifié validé;
- reparcage dans un secteur coquillier restreint qui répond aux exigences de la récolte ayant subi la dépuration;
- élimination des mollusques ou utilisation à d'autres fins que la consommation humaine;
- reparcage dans un secteur coquillier restreint qui est approuvé pour la récolte ayant subi une dépuration. Les mollusques ne sont pas récoltés de nouveau aux fins de dépuration pour au moins 14 jours.
- Dans un système autodrainant, en cas de panne importante du système à UV, ou si le niveau d'eau descend sous celui de n'importe quel mollusque du bassin, le cycle doit alors être recommencé au début du cycle de 22 ou de 24 heures.
Laboratoires
- Lorsque les analyses microbiologiques de l'eau et des mollusques sont effectuées dans le cadre des activités de surveillance, de vérification et de validation en appui au PCP, les analyses sont effectuées dans un environnement de laboratoire ayant des programmes d'assurance de la qualité appropriés. Les options comprennent ce qui suit :
- Faire appel à un laboratoire privé agréé conformément à la norme de l'Organisation internationale de normalisation (ISO) / de la Commission électrotechnique internationale (CEI) 17025 soit par la Canadian Association for Laboratory Accreditation (CALA) (en anglais seulement), soit par le Conseil canadien des normes (CCN), où la méthode pour ces analyses est comprise dans la portée de l'accréditation.
- Effectuer les analyses dans un laboratoire sur place au sein de l'installation, où le laboratoire est :
- agréé selon la norme ISO/IEC 17025 soit par la CALA ou le CCN;
- évalué par un expert indépendant acceptable au moins tous les deux ans.
Évaluation de l'expert indépendant des laboratoires sur place
Pour les établissements qui embauchent un expert indépendant, il faut tenir compte de ce qui suit :
- Examiner et conserver les données probantes et les registres associés à l'évaluation, en plus de s'assurer qu'il y a une évaluation ou un agrément valide et approprié du laboratoire.
- Mettre en œuvre toute mesure corrective du processus d'évaluation ou d'accréditation dans les délais impartis.
- Faire le suivi sur tous les enjeux touchant l'essai d'aptitudes.
Qualifications des experts indépendants
- Au moment de choisir un expert indépendant, il faut tenir compte de ce qui suit :
- son expérience par la formation et la certification de la vérification;
- sa formation, son éducation et ses antécédents officiels en microbiologie (p. ex., spécialisation, diplômes);
- un professionnel impartial sans conflit d'intérêt réel, perçu ou apparent.
- Les installations ayant un laboratoire sur place intéressées à faire évaluer leur laboratoire par un expert indépendant présentent :
- le curriculum vitae, la preuve d'éducation ou de formation (p. ex., relevé de notes ou certificat) de l'expert;
- un questionnaire sur le conflit d'intérêts rempli (voir l'annexe I) aux fins d'évaluation à :
- Direction générale des sciences de l'ACIA
- Gestionnaire national, Assurance de la qualité et accréditation de laboratoires
- Courriel : LAAB@inspection.gc.ca.
L'ACIA examine les renseignements fournis et informera l'établissement si l'expert respecte ou les critères ou non.
Évaluation
- S'assurer que l'expert indépendant utilise la liste de vérification (annexe II) pour effectuer l'évaluation.
- Si l'évaluation détermine des non conformités :
- prendre des mesures correctives;
- documenter les mesures correctives;
- fournir des données probantes sur les mesures correctives à l'expert indépendant expert dans les 30 jours suivant l'évaluation.
- Faire le suivi avec l'expert indépendant pour confirmer s'il détermine que les mesures correctives mises en œuvre sont acceptables et peut en informer l'installation.
- Fournir la liste de vérification complète originale et le rapport sommaire pour l'évaluation effectuée par l'expert indépendant (voir l'annexe III) à la Direction générale des sciences de l'ACIA (selon les coordonnées susmentionnées) dès que possible, mais au plus tard 60 jours après l'évaluation.
- Conserver une copie du rapport d'évaluation.
Essai d'aptitudes
- Effectuer un essai d'aptitudes (EA) au moins chaque année pour chaque méthode de test des mollusques en écaille et de l'eau effectuée dans le laboratoire. Les sources potentielles d'essais d'aptitudes comprennent ce qui suit :
- l'USFDA Shellfish PT Program (gratuit)
- l'Association canadienne pour la reconnaissance officielle des laboratoires,
- Proficiency Testing | Sigma-Aldrich et
- AOAC.
- Lorsque la participation à l'essai d'aptitudes est impossible, le laboratoire surveille la validité de la vérification en quantifiant un document de référence et en comparant le résultat obtenu à la valeur certifiée.
- Un rendement satisfaisant dans l'essai d'aptitudes ou des résultats de surveillances au moyen d'un document de référence certifié signale que le laboratoire continue de fonctionner conformément au plan de contrôle préventif. Si un résultat insatisfaisant est obtenu :
- documenter l'enquête;
- déterminer la cause;
- mettre en place des mesures correctives adéquates;
- vérifier que les mesures correctives sont mises en œuvre et jugées efficaces.
- S'assurer que l'expert indépendant examine la façon dont le laboratoire traite les défaillances en matière d'essais d'aptitudes lorsqu'il effectue son évaluation.
Annexe I
Questionnaire sur le conflit d'intérêts – expert indépendant
Ce questionnaire est destiné à être utilisé par une installation de dépuration agréée.
Un conflit d'intérêts peut être décrit comme toute situation dans laquelle les biens personnels, les intérêts ou les activités affectent d'une quelconque façon, ou peut sembler affecter, l'exercice des fonctions ou le jugement honnête et impartial.
- L'expert indépendant exécutant l'évaluation est il un professionnel impartial, capable de réaliser une évaluation juste et honnête? Oui
Non - L'expert indépendant a t il des avantages possibles ou des intérêts personnels liés au résultat de l'évaluation? Oui Non
- L'expert indépendant a t il un intérêt dans les dossiers ou les renseignements obtenus pendant l'évaluation, de sorte qu'un conflit d'intérêt réel, perçu ou apparent lié à l'évaluation puisse exister ou survenir? Oui Non
- L'expert indépendant a t il convenu de divulguer à l'installation toutes les activités personnelles ou professionnelles qui pourraient placer l'agent d'évaluation en position de conflit d'intérêts réel, perçu ou apparent? Oui Non
Signé :
Représentant de l'installation
Date
Annexe II
Liste de contrôle de l'évaluation des laboratoires dans les installations de dépuration
Cette liste de vérification est destinée à être utilisée par l'expert indépendant embauché pour évaluer un laboratoire effectuant des analyses visant à surveiller les processus dans les installations de dépuration.
Nom de l'évaluateur indépendant :
Adresse :
No de téléphone :
No de télécopieur :
Courriel :
Laboratoire de l'installation de dépuration :
Adresse :
No de téléphone :
No de télécopieur :
Courriel :
Date de l'évaluation du laboratoire :
Laboratoire représenté par (noms énumérés)
Titre (titres ou fonction de la liste)
| 9222 B Standard Total Coliform Membrane Filter Procedure, Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 20e édition, American Public Health Association. | |
| Technique de fermentation multitube pour eau de mer (Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, A) |
|
| Technique de fermentation multitube pour eau de mer au moyen de la méthode A-1 (Méthode officielle d'AOAC 978.23, coliformes fécaux dans les eaux de croissance coquillière) |
|
| Technique de fermentation multitube pour chairs de mollusques (Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B) | |
| Numérotation standard sur plaque pour les chairs de mollusques (Procédures recommandées pour l'examen de l'eau de mer et des mollusques de l'APHA, Partie III, B) | |
| Numérotation sur plaque à température élevée des coliformes pour les chairs de mollusques | |
| MFHPB-19, Dénombrement des coliformes, des coliformes fécaux et de Escherichia coli dans les aliments au moyen de la méthode du NPP (méthode de la Direction générale de la protection de la santé de Santé Canada, Compendium de méthodes de SC, volume 2) |
Remplissez la liste de contrôle en indiquant Oui (O), Non (N) ou Sans objet (S.O.) dans la colonne appropriée avec avoir observé chaque exigence énumérée ou les dossiers de l'exigence. Fournissez une description des cas de non-conformité observes avec autant de détails que possible (y compris les numéros d'identification du matériel, le numéro du lot de milieu, l'identification des échantillons, les dates, etc.) Au besoin, utilisez une feuille séparée pour consigner l'information et joignez-la à la liste de contrôle.
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 1.1 | Organisation du laboratoire | ||
| 1.2 | Exigences et dossiers de formation du personnel | ||
| 1.3 | Procédures et méthodes normalisées d'exploitation | ||
| 1.4 | Procédures internes de contrôle de la qualité pour les vérifications de l'étalonnage, de l'entretien, de la réparation et du rendement de l'équipement | ||
| 1.5 | Sécurité des laboratoires Note de tableau 2 | ||
| 1.6 | Éléments compris dans le plan de vérification ou d'évaluation interne de l'installation. Toutes les activités de laboratoire sont couvertes. Dossiers des constatations et des mesures correctives conservés. | ||
| 1.7 | Participation annuelle à un programme d'EA approuvé. Lorsque la participation à un essai d'aptitudes est impossible, le laboratoire surveille la validité de la vérification en quantifiant un document de référence et en comparant le résultat obtenu à la valeur certifiée. |
Note de tableau
- Note de tableau 2
-
L'évaluation de la conformité aux exigences ou aux normes de sécurité particulières est en dehors de la portée de cette évaluation.
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 2.1 | Adéquate pour la charge de travail et l'entreposage. | ||
| 2.2 | Propre et bien éclairée. | ||
| 2.3 | Contrôle adéquat de la température. | ||
| 2.4 | Toutes les surfaces de travail sont non poreuses, faciles à nettoyer et à désinfecter. | ||
| 2.5 | Qualité de l'air < 15 colonies/plaque en 15 minutes |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 3.1 | Le pH-mètre a une précision normalisée de 0,1 unité de pH | ||
| 3.2 | L'électrode de pH est constituée d'une demi-cellule de pH et d'une demi-cellule de référence ou l'équivalent (sans Ag/AgCl ou avec une barrière qui empêche le passage des ions Ag dans le milieu qui pourraient influer sur l'exactitude de la lecture de pH). | ||
| 3.3 | Sonde de compensation automatique de la température (CAT) ou ajustement manuel de la température. Ajustement |
||
| 3.4 | Le pH-mètre est étalonné quotidiennement ou avant chaque utilisation et les données observées sont conservées. | ||
| 3.5 | Exigences d'étalonnage du pH-mètre – au moins deux solutions tampons, une à un pH de 7 et une près du pH prévu de l'échantillon ou du matériel mesuré (pH 4, pH 10). Solutions tampons entreposées à l'abri de la contamination. | ||
| 3.6 | L'efficacité de l'électrode est déterminée. | ||
| 3.7 | La balance possède une sensibilité d'au moins 0,1 g pour une charge de 150 g | ||
| 3.8 | La balance est étalonnée mensuellement avec des poids NIST de classe S ou ASTM de classe 1 ou 2. | ||
| 3.9 | La température du réfrigérateur est vérifiée au moins une fois par jour et consignée. | ||
| 3.10 | La température du réfrigérateur est maintenue entre 2 °C et 4 °C. | ||
| 3.11 | La température de l'incubateur est de 35 °C +/- 0,5 °C. | ||
| 3.12 | Les thermomètres sont gradués tout au plus au 0,5 °C. | ||
| 3.13 | Un nombre suffisant de thermomètres sont répartis à divers endroits dans les incubateurs. | ||
| 3.14 | La température du bain-marie est de 44,5 °C +/- 0,2 °C. | ||
| 3.15 | Les thermomètres dans les bains-marie sont gradués au 0,1 °C. | ||
| 3.16 | Le bain-marie possède une capacité adéquate. | ||
| 3.17 | Le niveau d'eau du bain-marie se situe au-dessus du niveau de liquide dans les tubes incubés. | ||
| 3.18 | Les températures de l'incubateur à air et du bain-marie sont lues quotidiennement et consignées. | ||
| 3.19 | Les thermomètres utilisés portent les renseignements suivants : identification, date d'étalonnage et température d'étalonnage, facteur de correction. | ||
| 3.20 | Tous les thermomètres utilisés sont immergés de façon appropriée. | ||
| 3.21 | Un thermomètre (étalon) a été étalonné par le NIST ou par une méthode de précision équivalente à 0 °C, 35 °C et 44,5 °C (45,5 °C pour la numération des coliformes à température élevée). Les données d'étalonnage sont conservées. | ||
| 3.22 | La précision du thermomètre étalon est vérifiée annuellement par mesure du point de congélation de l'eau. Les résultats sont consignés et conservés. | ||
| 3.23 | Les données sont consignées et conservées. Les thermomètres de l'incubateur et du bain-marie sont vérifiés chaque année à l'aide du thermomètre étalon, à leur température d'emploi. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 4.1 | Les ustensiles et les contenants sont en verre borosilicaté, en acier inoxydable ou en tout autre matériau à l'épreuve de la corrosion. | ||
| 4.2 | Les tubes de culture sont de taille suffisante pour recevoir les ingrédients nutritifs et les échantillons. | ||
| 4.3 | Les contenants pour les échantillons sont en verre ou en un autre matériau inerte (p. ex., polypropylène). | ||
| 4.4 | Les bouteilles et les tubes de dilution sont en verre borosilicaté ou en plastique et elles sont fermées à l'aide de bouchons en caoutchouc ou de capsules vissées ou non. | ||
| 4.5 | Les graduations sont marquées de façon indélébile sur les bouteilles et les tubes de dilution; une autre méthode peut être employée à condition qu'elle permette d'obtenir les volumes voulus. | ||
| 4.6 | Les pipettes servant à l'inoculation de l'échantillon donnent des volumes précis de liquide; elles sont correctement graduées et leur embout est intact. Les pipettes servant à transférer 1 ml ne contiennent pas plus de 10 ml. Les pipettes servant à transférer 1 ml ne contiennent pas plus de 10 ml. | ||
| 4.7 | Les contenants réutilisables pour échantillon peuvent être lavés et stérilisés de façon satisfaisante. | ||
| 4.8 | Pour le lavage des pipettes réutilisables, au moins trois rinçages successifs à l'eau courante plus un rinçage final à l'eau distillée ou désionisée, servent à entraîner tout le détergent. | ||
| 4.9 | Au cours du lavage des contenants réutilisables pour échantillons, de la verrerie et des ustensiles en plastique, l'efficacité de la méthode de rinçage est déterminée chaque année ou lorsqu'il faut changer de détergent (marque ou lot), selon la méthode (« Inhibitory Residue Test ») décrite dans les Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. Les données sont conservées. | ||
| 4.10 | Une fois chaque jour de lavage, plusieurs pièces de verrerie d'un lot sont examinées à l'aide d'une solution aqueuse à 0,04 % de bleu de bromothymol pour vérifier la présence d'acide ou d'alcali résiduels. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 5.1 | Le ou les autoclaves sont de taille suffisante pour la charge de travail. | ||
| 5.2 | Les autoclaves sont entretenus régulièrement; les données sont conservées. | ||
| 5.3 | Les autoclaves et les générateurs de vapeur sont entretenus annuellement ou selon les besoins; les données sont conservées. | ||
| 5.4 | Les autoclaves fournissent une température de stérilisation déterminée hebdomadairement à l'aide d'un thermomètre étalonné enregistrant les maximums ou l'équivalent. | ||
| 5.5 | Un thermomètre pour autoclave a été étalonné par la méthode NIST ou son équivalent, à 121 °C. | ||
| 5.6 | La précision du thermomètre étalon de l'autoclave est vérifiée annuellement à 121 °C. | ||
| 5.7 | Des suspensions de spores sont employées mensuellement et les résultats sont consignés. | ||
| 5.8 | Du ruban thermosensible est utilisé avec chaque lot d'autoclave. | ||
| 5.9 | Les données de stérilisation en autoclave, y compris la durée de la stérilisation, le temps et la pression, sont conservées. | ||
| 5.10 | Dans le cas des substances stérilisées par la chaleur sèche, le four de stérilisation à air chaud produit des températures de chauffage et de stérilisation de l'ordre de 160 à 180 °C. | ||
| 5.11 | Un thermomètre permettant de déterminer la température de façon précise sert à surveiller le fonctionnement du four de stérilisation à air chaud. | ||
| 5.12 | Les données de température et de temps d'exposition sont consignées pour le four de stérilisation à air chaud. | ||
| 5.13 | Des bandes de spores sont utilisées trimestriellement pour évaluer l'efficacité du procédé de stérilisation dans le four à air chaud. | ||
| 5.14 | Les contenants réutilisables pour échantillons sont stérilisés pendant 60 min à 170 °C dans un four de stérilisation à air chaud ou mis dans un autoclave pendant 15 min à 121 °C. | ||
| 5.15 | La stérilité des contenants réutilisables pour échantillons est déterminée à chaque traitement ou lot. | ||
| 5.16 | Les pipettes réutilisables sont stérilisées et entreposées dans des contenants en aluminium ou en acier inoxydable; une méthode équivalente peut être acceptée. | ||
| 5.17 | Les pipettes réutilisables (dans les contenants) sont stérilisées à 170 °C pendant deux heures dans un four à air chaud. | ||
| 5.18 | La stérilité des pipettes réutilisables est vérifiée à chaque traitement/lot. Les résultats sont consignés. | ||
| 5.19 | Les bâtonnets de repiquage en bois sont correctement stérilisés. | ||
| 5.20 | Les bouillons de culture et les boîtes de gélose usées sont décontaminés par autoclavage pendant au moins 30 min avant leur élimination selon les voies conventionnelles. |
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Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 6.1 | Les milieux utilisés sont disponibles commercialement, à l'exception du milieu A-1 et de la gélose MacConkey modifiée. | ||
| 6.2 | Les milieux déshydratés et les constituants de ces milieux sont conservés de façon appropriée dans des endroits frais, propres et secs. | ||
| 6.3 | Les milieux déshydratés portent des étiquettes avec la date de réception et la date d'ouverture du contenant. | ||
| 6.4 | L'eau utilisée est distillée ou désionisée et a une résistance supérieure à 0,5 mégohm ou une conductivité inférieure à 2 micro-siemens (µs)/cm à 25 °C, valeurs à vérifier et à consigner mensuellement. | ||
| 6.5 | L'eau utilisée est analysée mensuellement pour déceler le chlore résiduel, celui-ci étant présent à un niveau non décelable (0,1 mg/L ). Les données sont conservées. | ||
| 6.6 | L'eau utilisée est exempte de traces de métaux dissous comme en fait foi la détermination annuelle. | ||
| 6.7 | L'eau utilisée renferme moins de 1 000 UFC/ml, valeur obtenue mensuellement. | ||
| 6.8 | Les milieux sont stérilisés selon les instructions du fabricant. | ||
| 6.9 | Le volume et la concentration des milieux dans les tubes sont adéquats pour la quantité d'échantillons inoculés. | ||
| 6.10 | Le temps total d'exposition des bouillons renfermant des sucres aux températures de l'autoclave ne dépasse pas 45 min. | ||
| 6.11 | Des témoins de stérilité du milieu ainsi que des témoins positifs et négatifs sont analysés avec chaque lot de milieu préparé commercialement ou avec chaque milieu préparé avec ses composantes. Les résultats sont consignés. | ||
| 6.12 | Pour diluer l'échantillon, il faut utiliser de l'eau stérile tamponnée au phosphate ou de l'eau peptonée à 0,5 %. | ||
| 6.13 | Le pH est déterminé après la stérilisation. | ||
| 6.14 | Les milieux conservés portent une étiquette avec la date d'expiration ou la date de stérilisation. | ||
| 6.15 | Tous les milieux de culture préparés sont entreposés conformément aux recommandations du fabricant. | ||
| 6.16 | Tous les milieux de culture sont utilisés avant d'atteindre la date d'expiration recommandée par le fabricant. | ||
| 6.17 | Les tubes de culture renfermant un précipité quel qu'il soit, ou les tubes Durham contenant des bulles d'air, sont jetés. |
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Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 7.1 | Tous les organismes témoins requis sont disponibles et adéquatement entreposés et documentés. | ||
| 7.2 | Les organismes sont obtenus d'une source appropriée, telle que l'ATCC ou une source en mesure de fournir une caractérisation documentée. Indiquer la source : |
||
| 7.3 | Les procédures d'entreposage de conservation des cultures témoins sont techniquement valides afin que des témoins adéquats soient toujours disponibles. | ||
| 7.4 | Toutes les cultures utilisées sont étiquetées avec le nom et la date de la sous-culture. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 8.1 | Les contenants sont de taille convenable pour recevoir au moins 100 ml et laissent assez d'espace pour permettre l'agitation. Les échantillons d'eau de mer sont recueillis dans des contenants propres, stérilisés, étanches à l'eau et étiquetés de façon appropriée. | ||
| 8.2 | L'échantillon porte les renseignements suivants : nom de l'échantillonneur, lieu de récolte, date et heure du prélèvement, au besoin. | ||
| 8.3 | Après le prélèvement, les échantillons d'eau de mer doivent être immédiatement placés dans une glacière dont la température est maintenue entre 0 et 10 °C. | ||
| 8.4 | Un témoin température sert à déterminer la température des échantillons à leur réception au laboratoire. Les résultats sont consignés. | ||
| 8.5 | L'examen de l'échantillon est amorcé le plus tôt possible après le prélèvement, préférablement en moins de huit heures. Cependant, les échantillons d'eau de mer ne sont pas analysés s'ils sont gardés pendant plus de 30 heures, même à l'état réfrigéré. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 9.1 | [Une gélose Endo LES ou M Endo est utilisée.] Les directives du fabricant pour la réhydratation sont respectées. | ||
| 9.2 | Un échantillon de 100 ml est analysé. | ||
| 9.3 | Les unités de filtration stériles au début de chaque série de filtration sont utilisées. Les unités de filtration sont stérilisées conformément aux directives du fabricant. | ||
| 9.4 | Des pinces stériles sont utilisées pour placer une membrane filtrante stérile sur le récipient. | ||
| 9.5 | L'échantillon est filtré sous une succion partielle. La surface intérieure de l'entonnoir est rincée à l'aide d'eau stérile diluée avant le traitement des échantillons. | ||
| 9.6 | Pour la gélose, la membrane filtrante est placée directement sur la gélose, la boîte est mise à l'envers et incubée pendant 22 à 24 heures à 35 +/- 0,5 °C. | ||
| 9.7 | Pour le milieu liquide, un coussinet est placé dans le contenant et saturé par au moins deux ml de M-Endo, puis il est décanté. Le filtre est placé sur le coussinet, la boîte est mise à l'envers et incubée pendant 22 à 24 heures à 35 +/- 0,5 °C. | ||
| 9.8 | Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées. Témoin positif : Témoin négatif : |
||
| 9.9 | Pour le décompte, un microscope binoculaire de dissection à grand champ à faible puissance ou tout autre appareil optique est utilisé pour fournir une visualisation de la brillance. | ||
| 9.10 | Vérification des coliformes : Une vérification mensuelle d'au moins 10 [colonies lustrées] et un nombre représentatif de colonies atypiques à l'aide d'une analyse de la fermentation du lactose ou d'autres analyses de vérification des coliformes (à l'aide des analyses des réactions pour la cytochrome oxydase et la B-galactosidase) sont effectuées. | ||
| 9.11 | Les résultats sont signalés comme étant les coliformes totaux par 100 ml. Lorsqu'aucune colonie de coliformes n'est observée, il faut les présenter comme étant < 1 coliforme/100 ml. Pour les décomptes vérifiés, le décompte initial est ajusté en fonction du pourcentage de vérification positif. Les résultats sont présentés comme étant le décompte de coliformes vérififié/100 ml. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 10.1 | Il faut utiliser comme milieu présomptif un bouillon de lactose ou un bouillon de lauryl tryptose. (Encercler le milieu approprié) | ||
| 10.2 | L'échantillon et les dilutions de l'échantillon sont agités énergiquement (25 fois selon un arc de 30 cm en 7 secondes) avant l'inoculation. | ||
| 10.3 | Dans une série de dilutions multiples, cinq tubes sont utilisés par dilution. | ||
| 10.4 | Pour la dépuration, une seule série de dilutions utilisant de 5 à 12 tubes est acceptable. | ||
| 10.5 | Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière. Volume d'échantillon inoculé : Écart du NPP : Concentration des milieux utilisés : |
||
| 10.6 | Les tubes inoculés sont placés dans une étuve à 35 °C ± 0,5 °C pendant une période allant jusqu'à 48 ± 3 heures. | ||
| 10.7 | Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées. Témoin positif : Témoin négatif : |
||
| 10.8 | Les milieux inoculés sont observés après 24 ± 2 heures et 48 ± 3 heures d'incubation et repiqués aux deux intervalles s'ils produisent des gaz. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 11.1 | Le bouillon bilié au vert brillant (BGB) 2 % est utilisé comme milieu de confirmation pour les coliformes totaux. | ||
| 11.2 | Le milieu EC sert de milieu de confirmation pour les coliformes fécaux. | ||
| 11.3 | Les repiquages sur les milieux BGB/EC sont effectués à l'aide soit d'une anse, soit d'un bâtonnet en bois stérilisé, à partir de milieux présumés positifs, incubés pendant 24 et 48 heures. (Encercler la méthode de repiquage) | ||
| 11.4 | Lorsqu'il faut effectuer l'inoculation à la fois du bouillon EC et du bouillon BGB à l'aide de la même anse ou du même bâtonnet de repiquage, l'ordre d'inoculation est EC suivi de BGB. | ||
| 11.5 | Les tubes BGB sont incubés à 35 ± 0,5 °C. | ||
| 11.6 | Les tubes BGB sont observés après 48 ± 3 heures d'incubation. | ||
| 11.7 | Les tubes EC sont incubés dans un bain-marie circulateur à 44,5 ± 0,2 °C pendant 24 ± 2 heures. | ||
| 11.8 | La présence de toute quantité de gaz ou d'effervescence dans le tube de culture constitue un résultat positif. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 11.9 | Les résultats d'analyses à dilutions multiples sont obtenus à l'aide des tableaux des « Recommended Procedures », 4e édition. | ||
| 11.10 | Les résultats provenant des séries de dilutions simples sont calculés à l'aide de l'équation de Hoskins ou interpolés à partir de la figure 1 du rapport de la Santé publique 1621 intitulé « Most Probable Numbers for Evaluation of Coli aerogenes Tests by Fermentation tube Method ». | ||
| 11.11 | Les résultats sont donnés en NPP/100 ml d'échantillon. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 12.1 | Le milieu A-1 est préparé selon la recette suivante (un milieu préfabriqué est inacceptable) :
Suspendre les ingrédients ci-dessus dans 1,0 L d'eau distillée ou désionisée. Bien mélanger puis ajouter 1 ml de Triton X-100 et continuer de mélanger jusqu'à ce qu'il soit complètement dissous. Un milieu doublement concentré est préparé en utilisant les quantités ci-dessus dissoutes dans 500 ml d'eau. Verser des aliquotes de 10 ml dans des tubes à essai contenant un tube Durham inversé. Stériliser à 121 °C pendant 10 minutes. Le pH du milieu devrait être de 6,9 après la stérilisation. |
||
| 12.2 | Le milieu A-1 préparé est entreposé à l'obscurité à la température de la pièce et utilisé en 7 jours. | ||
| 12.3 | L'échantillon et les dilutions de l'échantillon sont agités énergiquement (25 fois selon un arc de 30 cm en 7 secondes) avant l'inoculation. | ||
| 12.4 | Dans une série de dilutions multiples, cinq tubes sont utilisés par dilution. | ||
| 12.5 | Pour la dépuration, une seule série de dilutions utilisant de 5 à 12 tubes est acceptable. | ||
| 12.6 | Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière. Volume d'échantillon inoculé : Écart du NPP : Concentration des milieux utilisés : |
||
| 12.7 | Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées. Témoin positif : Témoin négatif : |
||
| 12.8 | Les milieux inoculés sont placés dans une étuve à air à 35 ± 0,5 °C pendant 3 ± 0,5 heures de réactivation. | ||
| 12.9 | Après 3 ± 0,5 heures de réactivation à 35 °C, les milieux inoculés sont incubés à 44,5 ± 0,2 °C dans un bain-marie circulateur pendant le reste des 24 ± 2 heures. | ||
| 12.10 | La présence de tout volume de croissance, de gaz ou d'effervescence dans le tube de culture constitue un résultat positif. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 12.10 | Les résultats d'analyses à dilutions multiples sont obtenus à l'aide des tableaux des « Recommended Procedures », 4e édition. | ||
| 12.11 | Les résultats provenant des séries de dilutions simples sont calculés à l'aide de l'équation de Hoskins ou interpolés à partir de la figure 1 du rapport de la Santé publique 1621 intitulé « Most Probable Numbers for Evaluation of Coli aerogenes Tests by Fermentation tube Method ». | ||
| 12.13 | Les résultats sont donnés en NPP/100 ml d'échantillon. |
Échantillon de mollusques
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 13.1 | On prélève un échantillon représentatif des mollusques en écaille. (Minimum de 10 à 12 animaux vivants) | ||
| 13.2 | Les mollusques sont ramassés dans des contenants propres, étanches à l'eau et résistants aux perforations. | ||
| 13.3 | Les mollusques portent une étiquette avec les renseignements suivants : nom de l'échantillonneur, espèce de mollusques, source, zone de cueillette, heure, date et lieu (si échantillon commercial) de collecte. | ||
| 13.4 | Les échantillons de mollusques sont conservés au sec entre 0 et 10 °C jusqu'à l'analyse. | ||
| 13.5 | L'examen de l'échantillon est amorcé le plus tôt possible après le prélèvement. Cependant, les échantillons de mollusques ne sont pas examinés si l'intervalle de temps entre le prélèvement et l'examen dépasse 24 heures. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 14.1 | Couteaux de décorticage, brosses et bocaux de mélangeurs sont stérilisés (autoclavage) pendant 15 min avant usage. | ||
| 14.2 | La lame des couteaux de décorticage n'est pas rouillée. | ||
| 14.3 | L'analyste se lave soigneusement les mains avec de l'eau et du savon avant le récurage et le rinçage des débris de mollusques. | ||
| 14.4 | Le robinet de l'eau potable utilisée pour rincer les mollusques ne comporte pas d'aérateur. | ||
| 14.5 | Les mollusques sont nettoyés à l'aide d'une brosse à poils durs stérilisée et rincés avec de l'eau potable. | ||
| 14.6 | Avant d'ouvrir les mollusques, les mains ou les gants sont rincés avec de l'alcool à 70 %. | ||
| 14.7 | Les mollusques ne sont pas écaillés directement par le joint. | ||
| 14.8 | Le contenu des mollusques (liqueur et chair) est conservé dans un bocal de mélangeur, stérilisé et taré ou dans un autre contenant stérilisé. | ||
| 14.9 | Au moins 100 g de chair de mollusque sont utilisés pour l'analyse. (En se basant sur le nombre minimal de 10 à 12 animaux vivants.) | ||
| 14.10 | L'échantillon est pesé à 1 g près et il faut ajouter une quantité équivalente en poids de diluant (conditionné pour la numérotation sur plaque à température élevée des coliformes (ETCP)) (pour produire une dilution 1 dans 2). | ||
| 14.11 | Pour diluer, on utilise de l'eau stérile tamponnée au phosphate ou de l'eau peptonée à 0,5 %. | ||
| 14.12 | Une solution saline stérilisée, tamponnée au phosphate, est employée comme diluant de l'échantillon dans la méthode ETCP. | ||
| 14.13 | Les échantillons sont mélangés à haute vitesse pendant 60 à 120 secondes. | ||
| 14.14 | Si les mollusques ne sont pas en écailles, on suit les « Procédures recommandées » APHA pour les chairs de mollusques fraîchement écaillées et les chairs congelées. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 15.1 | Un bouillon de lactose ou de lauryl tryptose, de concentration appropriée, est utilisé comme milieu présomptif pour l'analyse. (Encercler l'option choisie) | ||
| 15.2 | Immédiatement (moins de 2 min) après le mélange, l'échantillon broyé est dilué et inoculé dans des tubes de milieux présomptifs. | ||
| 15.3 | Utilise un NPP à 5 tubes. | ||
| 15.4 | À partir de la dilution initiale 1:2 de l'échantillon, une dilution 1 dans 10 est préparée (20 g de la dilution 1 dans 2 ajoutés à 80 g de diluant). À partir d'une dilution 1 dans 10, une dilution 1 dans 100 est préparée (10 g d'une dilution 1 dans 10 ajoutés à 90 g de diluant). Il faut inoculer une série de dilution de 5 tubes en utilisant 10 ml et 1 ml de la dilution 1 dans 10 et 1 ml de la dilution 1 dans 100. | ||
| 15.5 | Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière. Volume d'échantillon inoculé : Écart du NPP : Concentration des milieux utilisés : |
||
| 15.6 | Des cultures témoins positives et négatives accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Les données sont conservées. Témoin positif : Témoin négatif : |
||
| 15.7 | Les milieux inoculés sont incubés à 35 ± 0,5 °C. | ||
| 15.8 | Les tubes présomptifs sont vérifiés après 24 ± 2 heures d'incubation et repiqués s'ils sont positifs. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 16.1 | Le milieu EC est utilisé comme milieu de confirmation. | ||
| 16.2 | Les transferts sur le milieu EC sont effectués à l'aide soit d'une anse, soit d'un bâtonnet en bois stérilisé. (Encercler la méthode de repiquage) | ||
| 16.3 | Les tubes EC sont incubés dans un bain-marie circulateur à 44,5 ± 0,2 °C pendant 24 ± 2 heures. | ||
| 16.4 | Les tubes EC sont vérifiés pour la production gazeuse après une incubation de 24 ± 2 heures. | ||
| 16.5 | La présence de toute quantité de gaz ou d'effervescence dans le tube Durham constitue un résultat positif. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 16.6 | Les résultats d'analyses à dilutions multiples sont obtenus dans les tableaux des « Recommended Procedures », 4e édition, et multipliés par le facteur de dilution approprié. | ||
| 16.7 | Les résultats provenant des séries de dilutions simples sont calculés à l'aide de l'équation de Hoskins ou interpolés à partir de la figure 1 du rapport de la Santé publique 1621 intitulé « La méthode du nombre le plus probable pour l'évaluation des essais de Coli aérogènes par la méthode du tube de fermentation ». | ||
| 16.8 | Les résultats sont présentés en NPP/100 g pour les échantillons. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 17.1 | Dans la méthode de numération standard sur plaque, au moins quatre plaques, soit deux fois deux dilutions, sont utilisées pour obtenir de 30 à 300 colonies par boîte. | ||
| 17.2 | Il faut employer de 15 à 20 ml de gélose stérilisée et tempérée pour la numération. | ||
| 17.3 | Un bain maintient la gélose à une température de 44 à 46 °C. | ||
| 17.4 | Il faut repiquer une quantité d'échantillons ou d'échantillons dilués 1 ml et 0,1 ml . | ||
| 17.5 | L'échantillon ou les dilutions d'échantillon à repiquer sont agités énergiquement (25 fois selon un arc de 30 cm en 7 secondes) avant le repiquage. | ||
| 17.6 | Des boîtes témoins servent à vérifier la stérilisation de l'air, de la gélose et du diluant. | ||
| 17.7 | Les boîtes solidifiées sont incubées à l'envers à 35 ± 0,5 °C pendant 48 ± 3 heures et elles ne sont pas empilées plus de quatre de haut. | ||
| 17.8 | Un compteur de colonies « Québec », ou l'équivalent, sert à obtenir l'agrandissement et la visibilité voulus pour la numération des colonies. | ||
| 17.9 | Un compteur manuel ou l'équivalent permet d'obtenir un comptage précis. |
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Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 17.10 | Les numérations des colonies sont effectuées à l'aide de la Partie III, A, Sections 4.31 à 4.33 des « Recommended Procedures », 4e édition. | ||
| 17.11 | Les numérations des colonies sont présentées en NCA/g d'échantillon. |
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Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 18.1 | L'homogénat d'échantillon est mis en culture moins de 2 minutes après le mélange. | ||
| 18.2 | La gélose MacConkey modifiée doublement concentrée est préparée selon la recette suivante :
Peptone – 34,0 g Polypeptone – 6,0 g Lactose – 20,0 g Sels biliaires no 3 – 1,5 g Gélose – 27,0 g Rouge neutre – 0,06 g Violet de gentiane – 0,02 g Eau distillée/désionisée – 1,0 L Suspendre les ingrédients ci-dessus dans 1,0 L d'eau distillée ou désionisée. Bien mélanger. Chauffer en agitant fréquemment jusqu'à ébullition. Retirer du feu et faire bouillir de nouveau (ne pas stériliser à l'autoclave). Conditionner dans un bain-marie entre 45 et 50 °C jusqu'à six heures. |
||
| 18.3 | La gélose MacConkey, modifiée, hydratée, doublement concentrée, est chauffée à ébullition, retirée de la chaleur, puis amenée de nouveau à ébullition. Cette gélose n'est jamais autoclavée. | ||
| 18.4 | La gélose MacConkey, modifiée, doublement concentrée et amenée deux fois à ébullition, ainsi que la solution saline stérilisée, tamponnée au phosphate, est conditionnée dans un bain entre 45 et 50 °C jusqu'à leur utilisation. La gélose MacConkey modifiée préparée est utilisée le jour même de sa préparation. | ||
| 18.5 | Un équivalent de 6 g de l'homogénat est déposé dans un contenant stérilisé, le volume étant complété à 60 ml avec la solution saline stérilisée, tamponnée au phosphate et conditionnée. | ||
| 18.6 | Il faut ajouter 60 ml de gélose MacConkey modifiée conditionnée. | ||
| 18.7 | Il faut agiter légèrement le contenant ou lui imprimer un mouvement de rotation pour mélanger le contenu, lequel est ensuite distribué uniformément sur 6 à 8 boîtes de Pétri. | ||
| 18.8 | La stérilité des milieux et du diluant est évaluée au moment de chaque utilisation. Les résultats sont consignés et conservés. | ||
| 18.9 | Pour déterminer la productivité des milieux, des cultures témoins positives et négatives sont coulé es sur des boîtes de Pétri en concentrations appropriées et accompagnent les échantillons tout au long de l'analyse. Témoin positif : Témoin négatif : |
||
| 18.10 | Les boîtes sont incubées à l'envers dans les 3 heures suivant la mise en culture, dans de l'air à 45,5 ± 0,5 °C pendant 18 à 30 heures. Les boîtes ne sont pas empilées plus de quatre de haut. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 18.11 | Un compteur de colonies « Québec » ou l'équivalent sert à obtenir l'agrandissement et la visibilité voulus. | ||
| 18.12 | Un compteur manuel ou l'équivalent facilite le comptage. | ||
| 18.13 | Toutes les colonies rouges briques mesurant plus de 0,5 mm de diamètre sont dénombrées sur toutes les boîtes; le total obtenu est multiplié par un facteur de 16,7 pour aboutir à un résultat en UFC/100 g d'échantillon. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 19.1 | Pour tous les mollusques, de l'eau peptonée à 0,5 % est utilisée pour toutes les dilutions. | ||
| 19.2 | Un bouillon de lauryl tryptose, de concentration appropriée, est utilisé comme milieu présomptif pour l'analyse. | ||
| 19.3 | Pour les mollusques, immédiatement (moins de deux minutes) après le mélange, l'échantillon broyé est dilué et inoculé dans des tubes. | ||
| 19.4 | Il faut utiliser un NPP à cinq tubes. | ||
| 19.5 | À partir de la dilution initiale 1:2 de l'échantillon, une dilution 1 dans 10 est préparée (20 g de la dilution 1 dans 2 ajoutés à 80 g de diluant). À partir d'une dilution 1 dans 10, une dilution 1 dans 100 est préparée (10 g d'une dilution 1 dans 10 ajoutés à 90 g de diluant). Il faut inoculer une série de dilution de cinq tubes en utilisant 10 ml et 1 ml de la dilution 1 dans 10 et 1 ml de la dilution 1 dans 100. | ||
| 19.6 | Dans chaque série de dilutions simples, les volumes examinés sont suffisants pour répondre aux exigences de surveillance régulière. Volume d'échantillon inoculé : Écart du NPP : Concentration des milieux utilisés : |
||
| 19.7 | Les milieux inoculés sont incubés à 35 ± 0,5 °C. | ||
| 19.8 | Les tubes présomptifs sont vérifiés après 24 ± 2 heures d'incubation et repiqués s'ils sont positifs. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 19.9 | Une anse de chaque tube de bouillon Bouillon tryptosé au lauryl-sulfate (LST) positif est transférée dans un tube de bouillon Bouillon lactosé au vert brillant et aux sels biliaures (BGLB). | ||
| 19.10 | Les tubes de bouillon BGLB sont incubés à 35 °C pendant 24 +/- 2 heures, vérifiés afin de déterminer s'il y a eu une production de gaz et incubés de nouveau pendant encore 24 +/- 2 heures. | ||
| 19.11 | Une production de gaz pendant une incubation de 48 +/- 4 heures constitue un essai de confirmation positif. | ||
| 19.12 | Le NPP des coliformes confirmés par 100 g de mollusques est calculé en suivant les directives se trouvant à l'annexe D du Compendium de méthodes de Santé Canada. |
| Exigence du Programme canadien de contrôle de la salubrité des mollusques (PCCSM) | Conforme (O, N ou S.O.) |
Description de la non conformité, de la mesure corrective requise et commentaires | |
|---|---|---|---|
| 19.13 | Une anse de chaque tube de bouillon LST positif est transférée au bouillon EC. | ||
| 19.14 | Les tubes EC sont incubés dans un bain-marie à 44,5 °C pendant 24 +/- 2 heures. | ||
| 19.15 | Le NPP des coliformes fécaux confirmés par 100 g de mollusque est calculé en suivant les instructions de l'annexe D du Compendium de méthodes de Santé Canada. |
Références :
- American Public Health Association (APHA). 1970. Recommended Procedures for the Examination of Sea Water and Shellfish, 4e édition. APHA, Washington, D.C.
- American Public Health Association. 1984. Compendium of Methods for the Microbiological Examination of Foods, 2e édition. APHA, Washington, D.C.
- « Interim Guides for the Depuration of the Northern Quahog, Mercenaria mercenaria. » 1968. Northeast Marine Health Sciences Laboratory, North Kingstown, RI.
- Association of Official Analytical Chemists (AOAC). 2000. Official Methods of Analyses of the Association of Official Analytical Chemists. 17e édition, chapitre 17.305, page 22. AOAC, Arlington, VA.
- U.S. Public Health Service (PHS). 1947. Public Health Report, réimpression no 1621. PHS, Washington, D.C.
- American Public Health Association (APHA). 1992. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater, 18e édition. APHA/AWWA/Water Environment Federation (WEF), Washington, D.C.
- Direction générale de la protection de la santé de Santé Canada, MFHPB-19, Dénombrement des coliformes, des coliformes fécaux et de Escherichia coli dans les aliments au moyen de la méthode du NPP, Compendium de méthodes, volume 2.
Annexe III
Modèle de rapport sommaire pour l'évaluation des laboratoires sur place
Ce modèle de rapport doit être utilisé par l'expert indépendant.
Nom et emplacement du laboratoire :
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Date d'évaluation :
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Nom de l'évaluateur :
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Brève description de la visite – pas plus d'un ou de deux paragraphes
Cliquez ici pour saisir le texte.
Liste des cas de non-conformité avec le résultat ou la résolution, la date de l'acceptation et les bases pour l'acceptation (présenter la preuve ou les renseignements fournis).
Cliquez ici pour saisir le texte.
Énoncé final ou attestation :
J'ai évalué ce laboratoire d'après les exigences de la liste de contrôle de l'annexe L : Lignes directrices pour les laboratoires sur place aux établissements de mollusques bivalves agréés. Tous les éléments non conformes qui ont été déterminés et énumérés dans le présent sommaire ont été corrigés.
Signature et date
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