13.5 Annexes

Sur cette page

• Annexe A – Administration du programme et évaluation du statut par région – février 2024
• Annexe B – Procédures d'échantillonnage – mai 2024
• Annexe C – Précautions sanitaires et désinfectants – janvier 2020
• Annexe D – Liste des laboratoires – février 2024

Annexe A – Administration du programme et évaluation du statut par région – février 2024

La Colombie-Britannique et les provinces de l'Atlantique n'ont pas de programme actif en ce moment.

Annexe B – Procédures d'échantillonnage – août 2024

La maladie débilitante chronique (MDC) est une maladie à déclaration obligatoire ; par conséquent, si un animal présente des signes compatibles avec la MDC, le bureau de district local de l'Agence canadienne d'inspection des aliment (ACIA) peut être contacté pour l'échantillonnage.

L'obex et tous les 2 nœuds lymphatiques rétropharyngiens (NLRP) doivent être prélevés aux fins de dépistage de la MDC pour tous les cervidés d'élevage dans le cadre des Programmes de certification des troupeaux pour la MDC (PCT pour la MDC).

La tête entière peut être envoyée à l'état frais ou congelé à un laboratoire approuvé (voir l'annexe D).

Les échantillons prélevés par toute personne autre qu'un vétérinaire accrédité ou une personne agréée responsable du prélèvement des échantillons à l'égard de la MDC (voir la définition ci-dessous) ou un laboratoire approuvé (ou un vétérinaire ou inspecteur de l'ACIA) ne seront pas considérés comme soumis en vertu des exigences des PCT pour la MDC.

Personne agréée responsable du prélèvement des échantillons à l'égard de la MDC

Une personne qui a suivi la formation appropriée et qui est reconnue par son administrateur régional comme étant apte à recueillir et à conserver les échantillons pour le dépistage de la MDC et pour la tenue adéquate de registres, et qui est autorisée par son administrateur régional à effectuer ce type d'activités sur les cervidés d'élevage dans le cadre du PCT pour la MDC. Une personne agréée responsable du prélèvement des échantillons peut être un vétérinaire accrédité, un vétérinaire officiel, un tiers approuvé (voir la définition ci-dessous) ou un exploitant de ferme de cervidés. Elle doit mener ses activités sans lien de dépendance avec le propriétaire ou l'exploitant de ferme de cervidés et ne peut pas prélever des échantillons de ses propres animaux. Une personne agréée responsable du prélèvement des échantillons est responsable de s'assurer que, pour tous les cervidés présentés pour un prélèvement d'échantillons, tous les dispositifs d'identification ont été vérifiés in situ.

Tiers approuvé

Les tiers approuvés sont autorisés par l'administrateur régional à titre de fournisseurs de programme admissibles et possèdent la formation et les qualifications nécessaires pour dispenser certains aspects du PCT pour la MDC. Les tiers approuvés peuvent être le personnel d'un ministère ou d'un organisme provincial ou territorial, un technicien en santé animale ayant obtenu un permis d'exercice auprès de l'organisme d'attribution de permis provincial/territorial approprié et supervisé par un vétérinaire accrédité, ou un vétérinaire ou un inspecteur de l'ACIA. Pour plus de renseignements, consultez la section 1.4 Vétérinaires accrédités, tiers approuvés et personnes responsables du prélèvement d'échantillons des normes nationales.

Il faut observer in situ le dispositif d'identification approuvé avant de prélever les tissus destinés à l'analyse, consigner tous les renseignements relatifs à l'identification individuelle des animaux sur le formulaire propre à la MDC et s'assurer que tous leurs dispositifs d'identification (y compris les étiquettes de la Santé des animaux) accompagnent les échantillons envoyés au laboratoire.

Des vidéos des techniques d'échantillonnage pour l'encéphalopathie spongiforme transmissible (EST) sont disponibles sur le portail de formation de l'Agence de la santé publique du Canada (ASPC). Pour accéder aux vidéos, il suffit de :

1. visiter le site Web du Portail de formation de l'ASPC
2. créer un compte
3. accédez aux cours par l'une des méthodes suivantes :
   1. aller à :
      • Agence Canadienne d'inspection des aliments (ACIA)
      • Santé des animaux
      • Transmissible Spongiform Encephalopathies/Encéphalopathie spongiforme transmissible
   2. en tapant « Encéphalopathie spongiforme transmissible » dans la zone de recherche
4. utiliser la clef d'inscription C64A0123

Technique de prélèvement de l'obex

Instruments recommandés :

• un couteau pour la désarticulation de la tête (si nécessaire);
• des pinces à dents de souris;
• un couteau pour l'enlèvement de l'obex, une cuillère (en métal ou en plastique);

  Voir figure 1 (le type de cuillère en plastique disponible dans votre région peut différer du type illustré)

• un scalpel (optionnel);
• des ciseaux (optionnels).

Figure 1 – Exemples de cuillères pour l'obex

2 exemples d'instruments appropriés pour l'enlèvement de l'obex sont présentés, l'un en plastique (à gauche), l'autre en métal (à droite).

En retirant la tête du corps, trancher nettement la chair, y compris la moelle épinière, à 15 cm (6 pouces) de la tête.

• 1. Placer la tête du cervidé à l'envers (face dorsale vers le bas) sur une surface de travail propre et stérile, le trou occipital face à soi et le museau pointant dans la direction opposée (voir figure 2)

Figure 2 – Tête du cervidé, face dorsale vers le bas pour une orientation adéquate

La tête d'un cervidé mort est présentée avec la face dorsale vers le bas, illustrant l'orientation adéquate pour accéder à l'obex par le trou occipital.

• 2. Saisir la dure-mère (la membrane épaisse recouvrant la moelle épinière) avec les pinces.

  Avec les ciseaux, pratiquer une incision le long de la ligne médiane, de façon à former 2 rabats

• 3. Enlever le sang coagulé autour de la moelle épinière
• 4. Saisir à nouveau la dure-mère avec les pinces.

  Séparer les nerfs crâniens de la moelle épinière. La dissection peut être effectuée à l'aide d'un scalpel, du couteau à obex, ou des ciseaux en passant l'instrument délicatement autour de la moelle épinière (comme illustré à la figure 3)

Figure 3 – Dissection pour dégager la moelle épinière

Vue rapprochée du trou occipital sur la tête d'un cervidé mort illustrant la technique pour disséquer les nerfs crâniens avant d'enlever l'obex.

• 5. Il s'agit de l'étape la plus importante dans le dégagement de la moelle épinière

  Elle doit être complètement libre de tous liens avec les nerfs crâniens dans toutes les directions, sinon une partie de l'obex restera collée à un ou plusieurs de ces nerfs et se séparera de l'échantillon.

• 6. Une fois le dégagement exécuté, tourner la tête de manière à ce que sa face ventrale repose sur la table

  Insérer la cuillère dans le trou occipital. Avancer la cuillère aussi loin que possible dans le trou occipital jusqu'à ce que le bout se loge contre l'os du crâne et repose entre le cervelet et le tronc cérébral (voir la figure 4).

Figure 4 – Insertion de la cuillère dans le trou occipital, la tête étant tournée et reposant sur sa face ventrale, pour l'enlèvement de l'obex

Vue rapprochée du trou occipital de la tête d'un cervidé mort, illustrant la technique pour insérer la cuillère pour l'enlèvement de l'obex.

• 7. Utiliser l'index pour exercer une pression vers le bas sur le manche de la cuillère ou du couteau à obex, et faire un mouvement de rotation répété de manière à séparer le tronc cérébral
• 8. Maintenir le bout de l'instrument vers le bas et ramener ce dernier vers l'arrière en entraînant délicatement la partie séparée du tronc cérébral.

  On reconnaît l'obex à sa dépression en forme de V (voir la figure 5)

Figure 5 – Obex

Illustration d'un obex retiré adéquatement. Veuillez porter attention à la région en forme de « V » qui peut être distinguée sur la face ventrale du tronc cérébral, et qui démontre que la région de l'obex a été retirée avec succès.

Communiquer avec le laboratoire et demander les instructions relatives à la préparation des échantillons (à l'état frais ou congelé). S'assurer que tous les dispositifs d'identification et les étiquettes de l'animal accompagnent l'échantillon lors de l'envoi au laboratoire approuvé.

Technique de prélèvement des noeuds lymphatiques rétropharyngiens

Instruments recommandés :

• un couteau à désosser de taille moyenne;
• des pinces à dents de souris;
• des ciseaux (optionnels).

Voici 1 technique recommandée de prélèvement de tissus des NLRP. Les noeuds lymphatiques décrits dans la présente annexe sont les NLRP médiaux qui se situent en profondeur et entre la base du larynx (trachée) et la base du crâne. Ils sont « enfouis » à l'intérieur d'une zone de tissu conjonctif blanchâtre et sont situés d'un côté ou de l'autre du pharynx, et du haut du cou et de la mâchoire.

• 1. Placer la tête du cervidé à l'envers (face dorsale vers le bas) sur une surface de travail propre et stérile, le trou occipital face à soi et le museau pointant dans la direction opposée (voir figure 6)

Figure 6 – Tête post mortem d'un cervidé, face dorsale vers le bas pour une orientation adéquate

La tête d'un cervidé mort est présentée avec la face dorsale vers le bas, illustrant l'orientation adéquate pour accéder aux noeuds lymphatiques rétropharyngiens.

• 2. À l'aide d'un couteau à désosser de taille moyenne, pratiquer la première incision vers le haut en partant du dessus du trou occipital jusqu'à la surface (et à travers la peau si présente) (voir figure 7)
• 3. Pratiquer la deuxième incision à partir du même point, en demeurant près de la base du crâne et en déplaçant le couteau vers le bas et la droite, comme pour désosser le tissu (voir figure 7)

Figure 7 – Emplacement des incisions nécessaires pour accéder aux NLRP enfouis

La tête d'un cervidé mort est présentée avec la face dorsale vers le bas, illustrant l'orientation optimale pour accéder aux noeuds lymphatiques rétropharyngiens. 3 lignes pointillées apparaissent pour illustrer les incisions requises pour accéder aux noeuds lymphatiques rétropharyngiens.

• 4. Pratiquer la troisième incision, toujours à partir du même point, mais cette fois en se dirigeant vers le bas et la gauche, toujours en restant près du crâne (voir figure 7)
• 5. Écarter les 2 rabats créés. Une zone de tissu conjonctif blanc et de gras apparaît de chaque côté de l'ouverture

  Les NLRP sont relativement grands, fermes et encapsulés dans le tissu fibreux blanc (voir figure 8).

Figure 8 – Emplacement des NLRP enfouis

Vue rapprochée de la tête d'un cervidé mort illustrant les noeuds lymphatiques rétropharyngiens exposés.
(Photo publiée avec l'aimable autorisation du ministère de l'Agriculture, des Pêcheries et de l'Alimentation du Québec [MAPAQ].)

• 6. Disséquer grossièrement les noeuds lymphatiques fermes et de couleur beige qui sont enfouis dans le tissu conjonctif blanc, à l'aide des doigts gantés et/ou d'une paire de ciseaux (voir figure 9)

Figure 9 – NLRP de couleur beige après leur dissection de la capsule de tissu conjonctif

Vue rapprochée de la tête d'un cervidé mort, illustrant les noeuds lymphatiques rétropharyngiens exposés. Le noeud lymphatique rétropharyngien droit est isolé entre les doigts du préleveur, illustrant l'apparence du nœud lymphatique pour le différencier des autre tissus glandulaires adjacents.

Communiquer avec le laboratoire et demander les instructions relatives à la préparation des échantillons (à l'état frais ou congelé). S'assurer que tous les dispositifs d'identification et les étiquettes de l'animal accompagnent l'échantillon lors de l'envoi au laboratoire approuvé.

Annexe C – Précautions sanitaires et désinfectants – janvier 2020

L'agent de la maladie débilitante chronique (MDC) n'est pas considéré pathogène pour l'humain. Il faut toutefois prendre les précautions sanitaires habituellement recommandées contre les agents pathogènes. Porter des vêtements de protection, des gants et un masque protecteur pour le prélèvement d'échantillons d'encéphale. Éviter tout contact direct avec les tissus cérébraux. Le personnel qui se trouve sur les lieux où les tissus sont prélevés doit prendre les précautions nécessaires pour éviter d'ingérer l'agent de la maladie.

Il est recommandé de déposer la tête de l'animal sur une toile en plastique jetable. La toile devrait couvrir toute la surface de travail.

Pour la décontamination chimique du matériel et des surfaces de travail, il est recommandé d'utiliser une solution d'hypochlorite de sodium (NaOCl) à 2 % de chlore actif ou une solution 2M d'hydroxyde de sodium (NaOH). Les surfaces et le matériel devront rester humectés de solution de NaOCl ou de NaOH (ou y tremper) pendant au moins 1 heure à 20 °C.

1. On peut se procurer de l'hydroxyde de sodium (NaOH) en cristaux chez Fisher Scientific. Pour obtenir une solution 2 M de NaOH, dissoudre 80 g de cristaux de NaOH dans 1 litre d'eau et bien remuer.

   ou

2. La solution d'hypochlorite de sodium (NaOCl) peut être préparée avec de l'eau de Javel de qualité industrielle ou commerciale (Javex ou Clorox, par exemple). Diluer l'eau de Javel jusqu'à une concentration finale de 2 % (20 000 ppm) de chlore actif. Par exemple, sachant que la teneur en chlore actif (indiquée sur l'étiquette) de la plupart des marques d'eau de Javel du marché est de 6 %, mélanger 1 partie d'eau de Javel à 6 % avec 2 parties d'eau (rapport 1:2) pour obtenir la concentration voulue (2 %) de chlore actif.

Les gants et les vêtements de protection jetables utilisés et les carcasses d'animaux doivent être enfouis ou incinérés.

Quant aux instruments de neurochirurgie, il est recommandé de les laisser tremper dans la solution de NaOH pendant 1 heure, puis de les retirer et de les essuyer pendant 10 secondes avec un tissu imbibé de la solution de NaOCl. Il faut ensuite les sécher, car le NaOCl est corrosif.

Annexe D – Liste des laboratoires – février 2024

Réseau national des laboratoires de diagnostic vétérinaire sur l'EST pour le dépistage de la MDC

Alberta Agriculture and Irrigation
TSE Laboratory
6909 – 116e rue
Edmonton (Alberta) T6H 4P2
Téléphone : 780-415-4516
Télécopieur : 780-415-4527

Ministère de l'Agriculture des Pêcheries et de l'Alimentation du Québec (MAPAQ)
Laboratoire de santé animale
3220, rue Sicotte
Saint-Hyacinthe (Québec) J2S 2M2
Téléphone : 450-778-6542 (poste 5800)
Télécopieur : 450-778-6535

Ministère de l'Agriculture, de l'Alimentation et des Affaires Rurales de l'Ontario (MAAARO)/Université de Guelph
Animal Health Laboratory – (anglais seulement)
Laboratory Services Division
Université de Guelph
419, rue Gordon, Édifice 89
Guelph (Ontario) N1G 2W1
Téléphone : 519-824-4120 (poste 54530)
Télécopieur : 519-827-0961

Saskatchewan Ministry of Agriculture/Université de Saskatchewan
Prairie Diagnostic Services – (anglais seulement)
2604 Diagnostic Immunology Laboratory
52, promenade Campus
Saskatoon (Saskatchewan) S7N 5B4
Téléphone : 306-966-7316
Télécopieur : 306-966-2488